세포밖소포체(extracellular vesicle, EV)는 세포 외부로 방출되는 지질 이중막 입자로서, 세포 간 교신을 통해 다양한 생물학적 과정에 관여하는 것으로 알려져 있다. 이들은 단백질, DNA, RNA, 대사체 등의 생체분자를 운반할 수 있으며, 이는 세포 간 상호작용 및 신호전달에 중요한 역할을 한다. 저산소(hypoxia) 환경은 세포밖소포체의 생성 및 방출에 영향을 미치는 주요 스트레스 요인 중 하나다 [1]. 본 논단에서는 세포밖소포체와 저산소의 복잡한 관계를 정리하고, 저산소 연관 질환의 치료와 관련된 최신 연구를 소개하고자 한다.
세포밖소포체는 크기, 생성 경로, 구성 등의 특성에 따라 세 가지 주요 유형으로 분류된다: (1) 세포자멸사소체(apoptotic body), (2) 미세소포(microvesicle), (3) 엑소좀(exosome) [2, 3]. 세포자멸사소체는 주로 세포사멸 과정 중 형성되며, 1,000-5,000 nm의 크기를 가지고 DNA 분절과 세포 소기관을 포함할 수 있다 [4]. 반면, 미세소포와 엑소좀은 주로 비세포사멸성 세포에 의해 생성된다. 미세소포는 엑토좀(ectosome)이나 미세입자(microparticle)로도 알려져 있으며, 그 크기는 100-1,000 nm로 원형질막에서 외부로 발아하면서 생성된다 [5, 6]. 엑소좀은 30-150 nm의 크기로, 엔도솜(endosome) 경로를 따라 다중소포체(multivesicular body, MVB)가 원형질막과 융합하는 과정에서 생성된다. [7]. 따라서, 다중소포체에서 유래한 엑소좀과 크기가 유사하더라도 원형질막에서 발아되어 생성되는 작은 세포밖소포체는 그 특성이 다르기 때문에 구분되어야 한다. [8]. 이러한 분류는 여전히 널리 사용되고 있지만, 2018년에 제정된 ISEV 지침(MISEV2018)은 세포밖소포체를 그 특징에 따라 유형별로 나누어 사용할 것을 권장한다. 예를 들어, 세포밖소포체를 크기에 따라 분류할 경우 작은 세포밖소포체, 중간 세포밖소포체, 큰 세포밖소포체로 명명할 수 있다. 또한, 밀도, 분자생물학적 조성, 생물학적 상태, 기원하는 세포 등 다양한 기준으로 세포밖소포체를 분류할 수 있다.
세포밖소포체를 확인할 때는 적어도 두 가지 이상의 서로 다른 실험 기법을 사용하여 검증하는 것이 권장된다. 나노입자추적분석(NTA), 투과전자현미경(TEM), Western blotting 등 다양한 분석법을 통해 단일 소포체가 세포로부터 자연적으로 방출되었는지, 지질 이중막으로 둘러싸여 있는지, 기능을 가진 핵을 포함하지 않는지, 특정한 분자 표지자를 발현하고 있는지를 확인할 수 있다. 분자 표지자의 경우, 예를 들어 CD63과 CD9이 엑소좀의 표지자로 흔히 사용되고 있다. 하지만 이들은 세포막에서 발아되는 미세소포에서도 발견된다는 보고가 있기 때문에 단순히 소수의 분자 표지자로 세포밖소포체의 유형을 특정하는 데에는 주의가 필요하다. 현재 MISEV2018 지침에서는 특정한 한 가지 세포밖소포체 유형이 아닌 모든 세포밖소포체에 일반적으로 적용될 수 있는 분자 표지자의 사용을 권장하고 있다 [9].
세포밖소포체는 그들이 기원하는 모체 세포의 상태에 영향을 받는다. 저산소 환경은 세포밖소포체의 생성을 촉진하며, 이는 암 조직에서 세포밖소포체가 높은 농도로 측정되는 이유 중 하나일 수 있다. 산소가 부족한 조건에서 생성된 세포밖소포체는 암의 악성화를 유도하는 성질을 가지고 있음이 알려져 있다 [10]. 이러한 이유로 엑소좀의 생성 혹은 방출을 억제하는 약물들이 항암 치료제로 연구되고 있다 [11]. 또한, 저산소 미세환경을 표적으로 하는 세포밖소포체 기반의 치료제 개발에 대한 연구도 진행되고 있다 [12]. 저산소와 세포밖소포체 간의 관계를 이해하는 것은 암의 새로운 진단 및 치료법을 개발하는 데 있어 중요하다.
일반적으로, 저산소 환경은 세포밖소포체의 생성 및 방출에 관여하는 유전자의 발현을 증가시킨다 [13, 14]. 예를 들어, 1% 저산소에 노출된 LL-2 및 A549 폐암 세포는 더 많은 세포밖소포체를 생산하는 것으로 관찰되었다 [15]. 암세포뿐만 아니라 줄기세포, 혈관내피세포, 혈액세포, 면역세포 등 대부분의 세포 유형에서 저산소 자극에 의한 세포밖소포체의 방출 증가가 보고되었다 [1]. 이러한 현상은 산소 부족의 정도와도 관련이 있는 것으로 보인다. 0.1% 산소 환경에서는 1% 산소 환경에서 관찰된 것보다 약 3배 높은 수준의 엑소좀 방출이 관찰되었다 [16]. 2% 산소에 노출된 HMEC-1 세포에서는 정상 산소 조건과 비교하여 큰 변화가 없는 것으로 보고되었다 [17]. 따라서, 저산소의 심각도는 세포밖소포체 방출의 정도를 결정하는 중요한 요인 중 하나로 여겨진다.
세포밖소포체 생성은 적어도 부분적으로 저산소유도인자(Hypoxia-Inducible Factor, HIF)를 통해 매개되는 것으로 생각된다. HIF는 산소 농도가 감소했을 때 활성화되는 전사인자로, 저산소 연관 유전자들의 발현을 조절하는 핵심 인자이다 [18]. MDA-MB-231 유방암 세포에 HIF를 안정화하는 약물인 dimethyloxalylglycine (DMOG)를 처리하였을 때, 세포밖소포체의 방출이 증가하는 것으로 보고되었다 [16]. 이와 유사하게, 쥐의 신장 근위관 세포에 DMOG를 처리했을 때 세포밖소포체의 방출이 증가하는 것이 확인되었다 [19]. 폐암 세포에서 진행된 기전 연구에서는 저산소 환경에서 생산된 세포밖소포체가 miR-23a를 통해 HIF의 분해를 유도하는 HIF Prolyl Hydroxylase (PHD) 단백질을 억제하여 HIF 의존적 세포밖소포체 생성을 유도하는 것으로 보고되었다 [20]. 그러나 세포 유형에 따라 단순히 HIF를 활성화하는 것만으로는 세포밖소포체의 생성이 증가하지 않는 경우도 있다. 이는 저산소에 의한 세포밖소포체 생성에 있어 HIF 비의존적 신호전달도 일정한 역할을 함을 시사한다 [21].
다중소포체와 후기 엔도솜이 세포막으로 이동하는 데에는 세포 골격 및 구조와 관련된 분자들이 중요한 역할을 한다 [22]. 세포 골격과 운동을 조절하는 RhoA는 ROCK/LIMK/cofilin, citron-K 등의 하위 신호전달 경로를 통해 세포밖소포체의 방출을 촉진한다 [23, 24]. 세포는 저산소 환경에서 HIF를 통해 RhoA를 활성화시킨다. RhoA 유전자에는 다수의 HIF 결합 영역이 존재하기 때문에, 이는 HIF-1/2α의 직접적인 전사 표적이 된다 [25-27]. RhoA는 또한 NPY/Y5R 경로를 통해 HIF 비의존적으로도 활성화될 수 있다 [28]. 뿐만 아니라, 저산소에 의해 유도되는 원형 RNA인 circ-133도 RhoA를 활성화시킬 수 있는 것으로 보고되었다 [29].
다중소포체가 원형질막과 융합하는 것은 엑소좀의 방출에 있어 주요 과정 중 하나이다 [22]. 암세포에서는 긴 비암호화 RNA(lncRNA)인 HOTAIR가 다중소포체를 운반하고 원형질막과의 융합을 유도하여 엑소좀의 방출을 촉진한다 [30]. HIF-1α는 HOTAIR의 프로모터 내 저산소반응요소(hypoxia-responsive element, HRE)에 결합하여 발현을 유도한다 [31]. Rab GTPase는 세포 내 막 이동과 융합을 조절하는 것으로 잘 알려져 있다 [32]. Rab22A는 5개의 HRE를 가지고 있으며 저산소에 의해 활성화되어 세포밖소포체의 방출을 유도한다 [33]. 마찬가지로, Rab27A는 B림프구에서 HIF-1α에 의해 유도되어 세포밖소포체 방출을 증가시킨다 [34]. 난소암에서는 STAT3가 HIF 비의존적으로 RAB27A의 발현을 유도하기도 한다 [35].
리소좀(lysosome)은 다양한 생체분자의 분해를 담당하는 세포 소기관이다 [36]. 다중소포체는 리소좀과 융합되어 내부의 산성 환경에 의해 분해될 수 있다 [37]. 저산소를 포함한 환경적 스트레스는 리소좀의 기능에 이상을 유발할 수 있다. 저산소 환경은 리소좀 연관 막단백질(lysosomal-associated membrane protein, LAMP)과 cathepsin D와 같은 중요한 리소좀 단백질의 발현을 억제함으로써 리소좀의 생성을 저해한다 [38]. 리소좀의 비정상적 생성 혹은 기능 이상은 결과적으로 엔도솜에서 유래하는 엑소좀의 방출을 증가시킬 수 있다. 최근 연구에서는 HIF-1α가 리소좀의 세포 내 이동에 관여하는 ATP6V1A의 전사를 억제함으로써 리소좀 기능을 억제하고, 다중 소포체와 리소좀의 융합을 저해하여 세포밖소포체의 방출을 증가시키는 것으로 보고되었다 [39].
저산소는 세포 환경을 변화시키면서 간접적으로 세포밖소포체의 방출을 증가시킬 수 있다 [40]. 저산소 스트레스는 해당과정을 통해 세포 내 pH를 낮추는 것으로 알려져 있다. 산성의 종양 미세환경은 암세포의 증식, 이주, 침윤을 촉진하는 데 기여한다 [41]. 자세한 기전은 아직 모르지만, 낮은 pH는 암세포에서 엑소좀의 방출과 흡수를 모두 증가시킨다고 보고되었다 [40]. 요약하면, 저산소는 주요 신호전달 경로의 활성화, 중간체의 세포 내 이동 조절, 리소좀 기능의 억제, 종양 미세환경의 변화 유도 등 다양한 방법을 통해 세포밖소포체의 생성 및 방출을 조절한다.
저산소는 단백질, 핵산, 대사체 등 다양한 생체분자의 세포밖소포체 탑재에 영향을 미친다 (그림 1). A431 피부암 세포는 저산소에 노출되었을 때 CD9, CD81, Alix와 같은 엑소좀 관련 단백질의 발현이 증가하는 것으로 나타났다 [42]. 뇌종양 환자의 혈장에서 얻은 엑소좀에서는 저산소와 관련된 단백질이 증가된 것으로 보고되었다 [43]. NP69 비강 세포에서 유래한 엑소좀은 HIF-1α 발현이 높다 [44]. 기전 연구에서는 LMP1이 PHD를 억제함으로써 HIF-1α를 활성화하는 것으로 밝혀졌다 [45-47]. 또한, HIF-1α는 DEC1의 전사를 유도하여 사이토카인(cytokine)과 성장인자가 풍부한 엑소좀의 방출을 촉진한다 [48, 49]. 뿐만 아니라, HIF는 TNF-α의 발현을 증가시키고, TNF-α는 PRAS40을 통해 엑소좀의 방출을 유도한다 [50, 51].
![그림 1. 세포밖소포체의 생성 과정 및 저산소 유도 세포밖소포체 내 생체분자. Adapted from [52]](/webzine/2403/include/img/sub/discussion-pic1.png?v=2405090925)
다양한 유형의 비암호화 RNA가 저산소에 의해 조절된다 [53]. MicroRNA (miRNA)는 유전자 발현에 관여하는 짧은 전사물질로, 세포밖소포체 내부에 포함되는 물질 중 하나이다. 구강 편평세포암에서 유래한 엑소좀의 miRNA-seq 분석에서는 저산소에 의해 100여 개 이상의 miRNA 발현이 변하는 것으로 나타났다 [54]. 이와 유사하게, K562 골수성 백혈병 세포에서도 저산소에 의해 엑소좀에 포함되는 miRNA 구성이 영향을 받았다 [55]. HIF-1/2α는 저산소 유도 엑소좀 내 miR-21의 발현을 증가시켜 세포의 이주 및 침윤을 촉진한다 [54]. 또한, 폐암 세포는 저산소 유도 엑소좀을 통해 miR-23a를 전달하여 수용 세포의 PHD1/2를 억제하고 HIF-1α 안정화를 유도하는 것으로 나타났다 [20]. 암세포와 마찬가지로, 인간 말초 허혈성 줄기세포도 저산소에 의해 다양한 miRNA의 발현이 조절되는 것으로 밝혀졌다 [56].
하지만 세포밖소포체에 의한 miRNA 운반에 대해서는 논쟁이 있다. 최근 연구에 따르면 miRNA가 단지 소수의 세포밖소포체에서만 존재하는 것으로 나타났다 [57]. 다양한 인간 체액에 대한 양적분석을 한 연구에서는 아주 소수의 miRNA만이 엑소좀에서 확인되었다 [58]. 세포 외부에 존재하는 miRNA는 세포밖소포체가 아닌 RNA 결합 단백질과 연관되어 있을 가능성도 높다. 세포 외부의 miRNA가 대부분 RNA 결합 단백질인 Argonaute-2에 결합되어 있다고 보고한 연구도 있다 [59, 60]. 반면, 또 다른 연구에서는 Argonaute-2가 특정 miRNA를 엑소좀에 탑재하는 역할을 한다고 주장하였다 [61]. 세포밖소포체에 의한 miRNA 운반에 관해서는 추가적인 연구가 필요하다.
저산소 환경은 세포밖소포체의 크기 및 분포에도 영향을 줄 수 있다. 대장암 세포인 SW480과 HCT116에서 저산소는 엑소좀 입자의 크기를 감소시켰다 [98]. 마찬가지로 전립선암 세포인 LNCaP과 PC3에서도 저산소가 엑소좀 크기를 줄였다 [62]. 그러나, 마우스 골수 중간엽 줄기세포에서는 저산소 조건이 엑소좀 크기를 증가시키는 것으로 나타났다 [63]. 다른 연구에서는 저산소 조건이 엑소좀의 평균 크기에 영향을 주지 않는 것으로 보고되었다 [19]. 췌장암 세포인 MiaPaCa와 AsPC1에서는 세포밖소포체의 크기가 소포체의 유형과 저산소의 심각도에 따라 감소하거나 증가할 수 있다고 보고되었다. [64]. 저산소에 의한 세포밖소포체의 크기 조절 기전과 크기의 변화가 기능에 미치는 영향에 대해서는 추가 연구가 필요하다.
세포밖소포체 억제제는 암을 비롯하여 저산소성 세포밖소포체에 의해 악화되는 질환에서 하나의 치료 전략이 될 수 있다. 현재 세포밖소포체의 생성 및 방출 과정을 억제할 수 있는 다양한 약물이 개발 중이다 [11, 65]. GW4869은 neutral sphingomyelinase 2 (nSMase2)의 선택적 비경쟁적 억제제이다. nSMase2는 sphingomyelin을 가수분해하여 ceramide를 생성하는데, 이 ceramide는 세포밖소포체 방출에 중요한 역할을 한다 [66, 67]. 저산소 조건에서 GW4869은 세포밖소포체 방출을 억제하며, 마우스 흑색종 모델에서 종양조직 내에 주입된 GW4869은 암 성장을 억제하고 마우스의 생존 기간을 연장하는 것으로 나타났다 [68-70]. 마찬가지로, dimethylamiloride (DMA)는 저산소로 인한 암 진행을 억제하는 세포밖소포체 생성 저해제로 작용한다 [69]. DMA는 칼슘 채널의 기능을 손상시키는 amiloride의 유도체로, 다중소포체가 원형질막과 융합하는 데 필요한 세포 내 칼슘 농도를 감소시켜 세포밖소포체의 분비를 억제한다 [71, 72].
세포밖소포체는 다른 고분자 기반 운반체에 비해 높은 생체 적합성과 낮은 면역원성을 가지고 있어, 효과적인 약물 전달 시스템으로 사용될 수 있다 [73]. 그러나 최근 연구에서는 충분한 양의 세포밖소포체에 장기간 이상 노출될 경우 수용자의 면역 시스템이 활성화될 수 있다는 증거도 제시되었다. 이러한 면역 반응은 주로 소포체 막의 분자나 면역 조절 인자에 의해 유발될 가능성이 있으며, 이는 세포밖소포체가 기원하는 세포에 따라 다를 수 있다 [74]. 그럼에도 불구하고, 세포밖소포체는 세포에 의해 자연적으로 생성되는 물질이기 때문에 다른 시스템에 비해 상대적으로 면역원성과 독성이 낮다고 여겨진다.
세포밖소포체의 또 다른 특징은 특정 조직을 표적으로 할 수 있는 내재된 능력이다. 동물모델에서 세포밖소포체는 주로 간, 비장, 폐 조직으로 분포한다. 그러나 세포밖소포체의 생체 내 분포는 기원하는 세포와 투여 경로에 따라 달라질 수 있다 [75]. 예를 들어, 수지상세포에서 유래한 세포밖소포체는 비장에 많이 축적되는데, 이는 면역적 기원과의 연관성을 보여준다 [76]. 암에서 유래한 세포밖소포체는 종양 미세환경에서 정상 세포보다 암세포에 더 강하게 부착한다는 보고도 있다 [77].
세포밖소포체의 특정 조직에 대한 선호도 및 내부화를 증가시키는 전략은 다양하다 [12, 78-81]. 유전공학이나 소포체 융합을 통해 단백질, 지질, 당과 같은 분자를 막 표면에 삽입하거나 수정할 수 있다 [82-85]. 물리적 또는 화학적 방법으로는 동결-해동, 초음파, 전기, 자기장, 계면활성제 등을 활용할 수 있다 [86]. 또한 세포밖소포체를 이식 가능한 생체재료에 결합시켜 사용할 수 있으며, 생체재료의 특성에 따라 세포밖소포체의 단기 또는 장기 방출을 조절할 수 있다 [87-91]. 예를 들어, silk fibroin hydrogel에 결합된 저산소성 세포밖소포체는 서방형으로 연골 재생을 촉진한다 [92]. 그럼에도 불구하고 세포밖소포체의 내재적 특성으로 인해 간, 비장, 폐를 선호하므로 다른 조직에 대한 원하는 수준의 전달을 달성하지 못할 수 있다. 또 다른 과제는 저산소 환경에서 유도되는 endocyclic recycling 과정의 억제이다. 표적세포에 들어간 세포밖소포체는 리소좀과 융합하여 산성 환경에서 소포체 안 내용물을 방출하지만, 저산소 환경에서는 세포밖소포체의 방출이 증가하여 안정적인 내용물의 전달이 저해될 수 있다 [93].
세포밖소포체 생성을 조절하는 약물 개발은 암을 포함한 저산소 연관 질환 치료에 있어 유망한 전략이며, 세포밖소포체 기반의 약물 전달 시스템은 높은 생체 적합성과 낮은 면역성을 지녀 유용한 수단이 될 수 있다. 따라서, 저산소 환경이 세포밖소포체의 생성 및 방출, 그리고 그들이 운반하는 물질과 특성에 미치는 영향을 깊이 이해하기 위한 연구가 필요하다.
Bister N, Pistono C, Huremagic B, Jolkkonen J, Giugno R, Malm T. Hypoxia and extracellular vesicles: A review on methods, vesicular cargo and functions. J Extracell Vesicles 2020; 10: e12002.
Doyle LM, Wang MZ. Overview of Extracellular Vesicles, Their Origin, Composition, Purpose, and Methods for Exosome Isolation and Analysis. Cells 2019; 8.
Samanta S, Rajasingh S, Drosos N, Zhou Z, Dawn B, Rajasingh J. Exosomes: new molecular targets of diseases. Acta Pharmacol Sin 2018; 39: 501-513.
Battistelli M, Falcieri E. Apoptotic Bodies: Particular Extracellular Vesicles Involved in Intercellular Communication. Biology (Basel) 2020; 9.
Stahl AL, Johansson K, Mossberg M, Kahn R, Karpman D. Exosomes and microvesicles in normal physiology, pathophysiology, and renal diseases. Pediatr Nephrol 2019; 34: 11-30.
Ratajczak MZ, Ratajczak J. Extracellular microvesicles/exosomes: discovery, disbelief, acceptance, and the future? Leukemia 2020; 34: 3126-3135.
Zhang Y, Liu Y, Liu H, Tang WH. Exosomes: biogenesis, biologic function and clinical potential. Cell Biosci 2019; 9: 19.
Witwer KW, Thery C. Extracellular vesicles or exosomes? On primacy, precision, and popularity influencing a choice of nomenclature. J Extracell Vesicles 2019; 8: 1648167.
Thery C, Witwer KW, Aikawa E, Alcaraz MJ, Anderson JD, Andriantsitohaina R et al. Minimal information for studies of extracellular vesicles 2018 (MISEV2018): a position statement of the International Society for Extracellular Vesicles and update of the MISEV2014 guidelines. J Extracell Vesicles 2018; 7: 1535750.
He G, Peng X, Wei S, Yang S, Li X, Huang M et al. Exosomes in the hypoxic TME: from release, uptake and biofunctions to clinical applications. Mol Cancer 2022; 21: 19.
Kim JH, Lee CH, Baek MC. Dissecting exosome inhibitors: therapeutic insights into small-molecule chemicals against cancer. Exp Mol Med 2022; 54: 1833-1843.
Chen H, Wang L, Zeng X, Schwarz H, Nanda HS, Peng X et al. Exosomes, a New Star for Targeted Delivery. Front Cell Dev Biol 2021; 9: 751079.
McAndrews KM, Kalluri R. Mechanisms associated with biogenesis of exosomes in cancer. Molecular Cancer 2019; 18.
Jiang H, Zhao H, Zhang M, He Y, Li X, Xu Y et al. Hypoxia Induced Changes of Exosome Cargo and Subsequent Biological Effects. Front Immunol 2022; 13: 824188.
Wysoczynski M, Ratajczak MZ. Lung cancer secreted microvesicles: underappreciated modulators of microenvironment in expanding tumors. Int J Cancer 2009; 125: 1595-1603.
King HW, Michael MZ, Gleadle JM. Hypoxic enhancement of exosome release by breast cancer cells. BMC Cancer 2012; 12: 421.
de Jong OG, Verhaar MC, Chen Y, Vader P, Gremmels H, Posthuma G et al. Cellular stress conditions are reflected in the protein and RNA content of endothelial cell-derived exosomes. J Extracell Vesicles 2012; 1.
Wang GL, Jiang BH, Rue EA, Semenza GL. Hypoxia-inducible factor 1 is a basic-helix-loop-helix-PAS heterodimer regulated by cellular O2 tension. Proc Natl Acad Sci U S A 1995; 92: 5510-5514.
Zhang W, Zhou XJ, Yao QS, Liu YT, Zhang H, Dong Z. HIF-1-mediated production of exosomes during hypoxia is protective in renal tubular cells. Am J Physiol-Renal 2017; 313: F906-F913.
Hsu YL, Hung JY, Chang WA, Lin YS, Pan YC, Tsai PH et al. Hypoxic lung cancer-secreted exosomal miR-23a increased angiogenesis and vascular permeability by targeting prolyl hydroxylase and tight junction protein ZO-1. Oncogene 2017; 36: 4929-4942.
Muniz-Garcia A, Romero M, Falcomicronn-Perez JM, Murray P, Zorzano A, Mora S. Hypoxia-induced HIF1alpha activation regulates small extracellular vesicle release in human embryonic kidney cells. Sci Rep 2022; 12: 1443.
Gurung S, Perocheau D, Touramanidou L, Baruteau J. The exosome journey: from biogenesis to uptake and intracellular signalling. Cell Commun Signal 2021; 19: 47.
Li B, Antonyak MA, Zhang J, Cerione RA. RhoA triggers a specific signaling pathway that generates transforming microvesicles in cancer cells. Oncogene 2012; 31: 4740-4749.
Loomis RJ, Holmes DA, Elms A, Solski PA, Der CJ, Su L. Citron kinase, a RhoA effector, enhances HIV-1 virion production by modulating exocytosis. Traffic 2006; 7: 1643-1653.
Wang ZQ, Jin NJ, Ganguli S, Swartz DR, Li L, Rhoades RA. Rho-kinase activation is involved in hypoxia-induced pulmonary vasoconstriction. Am J Resp Cell Mol 2001; 25: 628-635.
Ozturk E, Hobiger S, Despot-Slade E, Pichler M, Zenobi-Wong M. Hypoxia regulates RhoA and Wnt/beta-catenin signaling in a context-dependent way to control re-differentiation of chondrocytes. Sci Rep 2017; 7: 9032.
Zhang JG, Zhou HM, Zhang X, Mu W, Hu JN, Liu GL et al. Hypoxic induction of vasculogenic mimicry in hepatocellular carcinoma: role of HIF-1 alpha, RhoA/ROCK and Rac1/PAK signaling. BMC Cancer 2020; 20: 32.
Lu C, Mahajan A, Hong SH, Galli S, Zhu S, Tilan JU et al. Hypoxia-activated neuropeptide Y/Y5 receptor/RhoA pathway triggers chromosomal instability and bone metastasis in Ewing sarcoma. Nat Commun 2022; 13: 2323.
Yang H, Zhang H, Yang Y, Wang X, Deng T, Liu R et al. Hypoxia induced exosomal circRNA promotes metastasis of Colorectal Cancer via targeting GEF-H1/RhoA axis. Theranostics 2020; 10: 8211-8226.
Yang L, Peng X, Li Y, Zhang X, Ma Y, Wu C et al. Long non-coding RNA HOTAIR promotes exosome secretion by regulating RAB35 and SNAP23 in hepatocellular carcinoma. Mol Cancer 2019; 18: 78.
Bhan A, Deb P, Shihabeddin N, Ansari KI, Brotto M, Mandal SS. Histone methylase MLL1 coordinates with HIF and regulate lncRNA HOTAIR expression under hypoxia. Gene 2017; 629: 16-28.
Homma Y, Hiragi S, Fukuda M. Rab family of small GTPases: an updated view on their regulation and functions. Febs Journal 2021; 288: 36-55.
Wang T, Gilkes DM, Takano N, Xiang L, Luo W, Bishop CJ et al. Hypoxia-inducible factors and RAB22A mediate formation of microvesicles that stimulate breast cancer invasion and metastasis. Proc Natl Acad Sci U S A 2014; 111: E3234-3242.
Zhang F, Li R, Yang Y, Shi C, Shen Y, Lu C et al. Specific Decrease in B-Cell-Derived Extracellular Vesicles Enhances Post-Chemotherapeutic CD8(+) T Cell Responses. Immunity 2019; 50: 738-750 e737.
Dorayappan KDP, Wanner R, Wallbillich JJ, Saini U, Zingarelli R, Suarez AA et al. Hypoxia-induced exosomes contribute to a more aggressive and chemoresistant ovarian cancer phenotype: a novel mechanism linking STAT3/Rab proteins. Oncogene 2018; 37: 3806-3821.
Yang C, Wang X. Lysosome biogenesis: Regulation and functions. J Cell Biol 2021; 220.
van Niel G, Carter DRF, Clayton A, Lambert DW, Raposo G, Vader P. Challenges and directions in studying cell-cell communication by extracellular vesicles. Nat Rev Mol Cell Biol 2022; 23: 369-382.
Nakashima A, Cheng SB, Ikawa M, Yoshimori T, Huber WJ, Menon R et al. Evidence for lysosomal biogenesis proteome defect and impaired autophagy in preeclampsia. Autophagy 2020; 16: 1771-1785.
Wang X, Wu R, Zhai P, Liu Z, Xia R, Zhang Z et al. Hypoxia promotes EV secretion by impairing lysosomal homeostasis in HNSCC through negative regulation of ATP6V1A by HIF-1alpha. J Extracell Vesicles 2023; 12: e12310.
Logozzi M, Spugnini E, Mizzoni D, Di Raimo R, Fais S. Extracellular acidity and increased exosome release as key phenotypes of malignant tumors. Cancer Metast Rev 2019; 38: 93-101.
Justus CR, Dong L, Yang LV. Acidic tumor microenvironment and pH-sensing G protein-coupled receptors. Front Physiol 2013; 4: 354.
Park JE, Tan HS, Datta A, Lai RC, Zhang H, Meng W et al. Hypoxic tumor cell modulates its microenvironment to enhance angiogenic and metastatic potential by secretion of proteins and exosomes. Mol Cell Proteomics 2010; 9: 1085-1099.
Kucharzewska P, Christianson HC, Welch JE, Svensson KJ, Fredlund E, Ringner M et al. Exosomes reflect the hypoxic status of glioma cells and mediate hypoxia-dependent activation of vascular cells during tumor development. Proc Natl Acad Sci U S A 2013; 110: 7312-7317.
Aga M, Bentz GL, Raffa S, Torrisi MR, Kondo S, Wakisaka N et al. Exosomal HIF1alpha supports invasive potential of nasopharyngeal carcinoma-associated LMP1-positive exosomes. Oncogene 2014; 33: 4613-4622.
Kondo S, Seo SY, Yoshizaki T, Wakisaka N, Furukawa M, Joab I et al. EBV latent membrane protein 1 up-regulates hypoxia-inducible factor 1alpha through Siah1-mediated down-regulation of prolyl hydroxylases 1 and 3 in nasopharyngeal epithelial cells. Cancer Res 2006; 66: 9870-9877.
Wakisaka N, Kondo S, Yoshizaki T, Murono S, Furukawa M, Pagano JS. Epstein-Barr virus latent membrane protein 1 induces synthesis of hypoxia-inducible factor 1 alpha. Mol Cell Biol 2004; 24: 5223-5234.
Moller A, House CM, Wong CS, Scanlon DB, Liu MC, Ronai Z et al. Inhibition of Siah ubiquitin ligase function. Oncogene 2009; 28: 289-296.
Miyazaki K, Kawamoto T, Tanimoto K, Nishiyama M, Honda H, Kato Y. Identification of functional hypoxia response elements in the promoter region of the DEC1 and DEC2 genes. J Biol Chem 2002; 277: 47014-47021.
Sethuraman A, Brown M, Krutilina R, Wu ZH, Seagroves TN, Pfeffer LM et al. BHLHE40 confers a pro-survival and pro-metastatic phenotype to breast cancer cells by modulating HBEGF secretion. Breast Cancer Res 2018; 20: 117.
Yu X, Deng L, Wang D, Li N, Chen X, Cheng X et al. Mechanism of TNF-alpha autocrine effects in hypoxic cardiomyocytes: initiated by hypoxia inducible factor 1alpha, presented by exosomes. J Mol Cell Cardiol 2012; 53: 848-857.
Guo J, Jayaprakash P, Dan J, Wise P, Jang GB, Liang C et al. PRAS40 Connects Microenvironmental Stress Signaling to Exosome-Mediated Secretion. Mol Cell Biol 2017; 37.
Yoo S, Choi S, Kim I, Kim IS. Hypoxic regulation of extracellular vesicles: Implications for cancer therapy. J Control Release 2023; 363: 201-220.
Wang W, Han Y, Jo HA, Lee J, Song YS. Non-coding RNAs shuttled via exosomes reshape the hypoxic tumor microenvironment. J Hematol Oncol 2020; 13: 67.
Li L, Li C, Wang S, Wang Z, Jiang J, Wang W et al. Exosomes Derived from Hypoxic Oral Squamous Cell Carcinoma Cells Deliver miR-21 to Normoxic Cells to Elicit a Prometastatic Phenotype. Cancer Res 2016; 76: 1770-1780.
Tadokoro H, Umezu T, Ohyashiki K, Hirano T, Ohyashiki JH. Exosomes derived from hypoxic leukemia cells enhance tube formation in endothelial cells. J Biol Chem 2013; 288: 34343-34351.
Zang HF, Wang ZH, Wu QQ, Shi L, Chen G. Effect of hypoxia on the expression of microRNA in extracellular vesicles of human umbilical cord stem cells in vitro. Cell Tissue Bank 2023.
Albanese MT, Chen YFA, Huels C, Gaertner K, Tagawa TK, Mejias-Perez E et al. MicroRNAs are minor constituents of extracellular vesicles that are rarely delivered to target cells. Plos Genet 2021; 17.
Chevillet JR, Kang Q, Ruf IK, Briggs HA, Vojtech LN, Hughes SM et al. Quantitative and stoichiometric analysis of the microRNA content of exosomes. P Natl Acad Sci USA 2014; 111: 14888-14893.
Turchinovich A, Weiz L, Langheinz A, Burwinkel B. Characterization of extracellular circulating microRNA. Nucleic Acids Research 2011; 39: 7223-7233.
Arroyo JD, Chevillet JR, Kroh EM, Ruf IK, Pritchard CC, Gibson DF et al. Argonaute2 complexes carry a population of circulating microRNAs independent of vesicles in human plasma. P Natl Acad Sci USA 2011; 108: 5003-5008.
Guduric-Fuchs J, O'Connor A, Camp B, O'Neill CL, Medina RJ, Simpson DA. Selective extracellular vesicle-mediated export of an overlapping set of microRNAs from multiple cell types. BMC Genomics 2012; 13: 357.
Ramteke A, Ting H, Agarwal C, Mateen S, Somasagara R, Hussain A et al. Exosomes secreted under hypoxia enhance invasiveness and stemness of prostate cancer cells by targeting adherens junction molecules. Mol Carcinog 2015; 54: 554-565.
Zhu LP, Tian T, Wang JY, He JN, Chen T, Pan M et al. Hypoxia-elicited mesenchymal stem cell-derived exosomes facilitates cardiac repair through miR-125b-mediated prevention of cell death in myocardial infarction. Theranostics 2018; 8: 6163-6177.
Patton MC, Zubair H, Khan MA, Singh S, Singh AP. Hypoxia alters the release and size distribution of extracellular vesicles in pancreatic cancer cells to support their adaptive survival. J Cell Biochem 2020; 121: 828-839.
Catalano M, O'Driscoll L. Inhibiting extracellular vesicles formation and release: a review of EV inhibitors. J Extracell Vesicles 2020; 9: 1703244.
Ogretmen B, Hannun YA. Biologically active sphingolipids in cancer pathogenesis and treatment. Nat Rev Cancer 2004; 4: 604-616.
Shamseddine AA, Airola MV, Hannun YA. Roles and regulation of neutral sphingomyelinase-2 in cellular and pathological processes. Adv Biol Regul 2015; 57: 24-41.
Tallon C, Hollinger KR, Pal A, Bell BJ, Rais R, Tsukamoto T et al. Nipping disease in the bud: nSMase2 inhibitors as therapeutics in extracellular vesicle-mediated diseases. Drug Discov Today 2021; 26: 1656-1668.
Panigrahi GK, Praharaj PP, Peak TC, Long J, Singh R, Rhim JS et al. Hypoxia-induced exosome secretion promotes survival of African-American and Caucasian prostate cancer cells. Sci Rep 2018; 8: 3853.
Matsumoto A, Takahashi Y, Nishikawa M, Sano K, Morishita M, Charoenviriyakul C et al. Accelerated growth of B16BL6 tumor in mice through efficient uptake of their own exosomes by B16BL6 cells. Cancer Sci 2017; 108: 1803-1810.
Savina A, Furlan M, Vidal M, Colombo MI. Exosome release is regulated by a calcium-dependent mechanism in K562 cells. J Biol Chem 2003; 278: 20083-20090.
Chalmin F, Ladoire S, Mignot G, Vincent J, Bruchard M, Remy-Martin JP et al. Membrane-associated Hsp72 from tumor-derived exosomes mediates STAT3-dependent immunosuppressive function of mouse and human myeloid-derived suppressor cells. J Clin Invest 2010; 120: 457-471.
Saleh AF, Lazaro-Ibanez E, Forsgard MAM, Shatnyeva O, Osteikoetxea X, Karlsson F et al. Extracellular vesicles induce minimal hepatotoxicity and immunogenicity. Nanoscale 2019; 11: 6990-7001.
Nagelkerke A, Ojansivu M, van der Koog L, Whittaker TE, Cunnane EM, Silva AM et al. Extracellular vesicles for tissue repair and regeneration: Evidence, challenges and opportunities. Adv Drug Deliv Rev 2021; 175: 113775.
Wiklander OP, Nordin JZ, O'Loughlin A, Gustafsson Y, Corso G, Mager I et al. Extracellular vesicle in vivo biodistribution is determined by cell source, route of administration and targeting. J Extracell Vesicles 2015; 4: 26316.
Wei G, Jie Y, Haibo L, Chaoneng W, Dong H, Jianbing Z et al. Dendritic cells derived exosomes migration to spleen and induction of inflammation are regulated by CCR7. Sci Rep 2017; 7: 42996.
Smyth TJ, Redzic JS, Graner MW, Anchordoquy TJ. Examination of the specificity of tumor cell derived exosomes with tumor cells in vitro. Biochim Biophys Acta 2014; 1838: 2954-2965.
Choi H, Choi Y, Yim HY, Mirzaaghasi A, Yoo JK, Choi C. Biodistribution of Exosomes and Engineering Strategies for Targeted Delivery of Therapeutic Exosomes. Tissue Eng Regen Med 2021; 18: 499-511.
Alvarez-Erviti L, Seow YQ, Yin HF, Betts C, Lakhal S, Wood MJA. Delivery of siRNA to the mouse brain by systemic injection of targeted exosomes. Nat Biotechnol 2011; 29: 341-U179.
Zhuang WZ, Yuan SS, Li BZ. Exosome Engineering for Targeted and Efficient Intracellular Delivery of Bortezomib. Blood 2022; 140: 4234-4235.
Liang YJ, Duan L, Lu JP, Xia J. Engineering exosomes for targeted drug delivery. Theranostics 2021; 11: 3183-3195.
Bunggulawa EJ, Wang W, Yin T, Wang N, Durkan C, Wang Y et al. Recent advancements in the use of exosomes as drug delivery systems. J Nanobiotechnology 2018; 16: 81.
Kim GB, Nam GH, Hong Y, Woo J, Cho Y, Kwon IC et al. Xenogenization of tumor cells by fusogenic exosomes in tumor microenvironment ignites and propagates antitumor immunity. Sci Adv 2020; 6.
Hong Y, Nam GH, Koh E, Jeon S, Kim GB, Jeong C et al. Exosome as a Vehicle for Delivery of Membrane Protein Therapeutics, PH20, for Enhanced Tumor Penetration and Antitumor Efficacy. Adv Funct Mater 2018; 28.
Yang YS, Hong YS, Nam GH, Chung JH, Koh E, Kim IS. Virus-Mimetic Fusogenic Exosomes for Direct Delivery of Integral Membrane Proteins to Target Cell Membranes. Adv Mater 2017; 29.
Fu SY, Wang Y, Xia XH, Zheng JLC. Exosome engineering: Current progress in cargo loading and targeted delivery. Nanoimpact 2020; 20.
Yerneni SS, Lathwal S, Cuthbert J, Kapil K, Szczepaniak G, Jeong J et al. Controlled Release of Exosomes Using Atom Transfer Radical Polymerization-Based Hydrogels. Biomacromolecules 2022; 23: 1713-1722.
Swanson WB, Zhang Z, Xiu KM, Gong T, Eberle M, Wang ZQ et al. Scaffolds with controlled release of pro-mineralization exosomes to promote craniofacial bone healing without cell transplantation. Acta Biomaterialia 2020; 118: 215-232.
Cui JT, Wang XY, Mu XD, Huang M, Wang YD, Luo Q et al. Bone marrow stromal cell-derived exosome combinate with fibrin on tantalum coating titanium implant accelerates osseointegration. Front Bioeng Biotechnol 2023; 11: 1198545.
Brennan MA, Layrolle P, Mooney DJ. Biomaterials functionalized with MSC secreted extracellular vesicles and soluble factors for tissue regeneration. Adv Funct Mater 2020; 30.
Li LM, Mu JF, Zhang Y, Zhang CY, Ma T, Chen L et al. Stimulation by Exosomes from Hypoxia Preconditioned Human Umbilical Vein Endothelial Cells Facilitates Mesenchymal Stem Cells Angiogenic Function for Spinal Cord Repair. Acs Nano 2022; 16: 10811-10823.
Shen K, Duan A, Cheng JQ, Yuan T, Zhou JC, Song HH et al. Exosomes derived from hypoxia preconditioned mesenchymal stem cells laden in a silk hydrogel promote cartilage regeneration via the miR-205-5p/PTEN/AKT pathway. Acta Biomaterialia 2022; 143: 173-188.
Tong B, Liao Z, Liu H, Ke W, Lei C, Zhang W et al. Augmenting Intracellular Cargo Delivery of Extracellular Vesicles in Hypoxic Tissues through Inhibiting Hypoxia-Induced Endocytic Recycling. ACS Nano 2023; 17: 2537-2553.
고려대학교 이과대학 화학과, 학사
경북대학교 의학전문대학원 의학과, 석사
서울대학교 대학원 의과학과, 박사
서울대학교 의학연구원 허혈저산소질환연구소, 연수연구원
인하대학교 의과대학 약리학교실, 조교수
